Сдам Сам

ПОЛЕЗНОЕ


КАТЕГОРИИ







Виды и распространенность хирургической инфекции





Во всех видах хирургической работы требуется соблюдение следующего правила: все, что приходит в соприкосновение с раной, должно быть сво­бодно от бактерий, т. е. стерильно. Для проведения в жизнь этого пра­вила следует хорошо знать источники, из которых бактерии могут по­пасть в рану.

Принято различать два основных источника возможного загрязнения раны — экзогенный, при котором возбудители попадают в рану из внешней среды, и эндогенный, или аутогенный, при котором источником инфекции служит сам организм больного.

Экзогенная инфекция подразделяется на воздушную, капельную, кон­тактную, имплантационную. Источником воздушной инфекции явля­ются микробные клетки, находящиеся в воздухе во взвешенном со­стоянии. Особенно насыщен микробами воздух городов, закрытых по­мещений, больниц. Борьба с воздушной инфекцией — это прежде всего борьба с пылью. Ос­новные мероприятия, направленные на уменьшение воздушной инфекции, сводятся к следующему:

• устройство правильной вентиляции операционных и перевязочных (кондиционирование воздуха);

• ограничение посещения операционных и сокращение передвижения по ним персонала и посетителей;

• защита от статического электричества, способствующего рассеиванию пыли;

• влажная уборка помещений;

• регулярное проветривание и облучение помещения операционной ультрафиолетовыми лучами;

• сокращение времени контакта с воздухом открытой раны.

Капельная инфекция — разновидность воздушной инфекции, когда источ­ником инфицирования является воздух, загрязненный капельками слюны изо рта и дыхательных путей больного, персонала или мелкими каплями других инфицированных жидкостей. Капельная инфекция, как правило, наиболее опасна для больного. Основные мероприятия, направленные на борьбу с капельной инфекцией, — запрещение разговоров в операционной, обязательное ношение марлевых масок, прикрывающих рот и нос персона­ла, а также своевременная текущая уборка операционных.



Контактная инфекция — инфицирование раны при соприкосновении с ней нестерильных инструментов, инфицированных рук, материалов. Про­филактика контактной инфекции заключается в стерилизации всех прибо­ров, инструментов и материалов, соприкасающихся с раной, и строгом со­блюдении правил обработки рук хирурга. Важная роль принадлежит также оперированию в перчатках и выполнению большинства манипуляций с тканями при помощи инструментов, а не рук.

Имплантационная инфекция вносится в рану шовным материалом, там­понами, дренажами, протезами. Профилактика этой инфекции заключа-


ется в их тщательной стерилизации, по возможности более редком ис­пользовании оставляемых в ране инородных тел (применение бестампон-ного метода лечения ран, рассасывающихся шовных материалов). Им-плантационная инфекция часто может быть дремлющей (латентной) и про­явить себя только через длительный период времени при ослаблении защит­ных сил организма. Особое значение профилактика имплантационной ин­фекции приобретает при пересадке органов и тканей, так как иммунодепрес-сорные вещества подавляют защитные силы организма, в результате чего обычно невирулентная сапрофитная микрофлора становится весьма опасной. В предупреждении экзогенного инфицирования основная роль принадлежит асептике.

Асептика комплекс мероприятий, задача которых — предупреждение попадания микробов на рану, объект, в пространство различных микро­организмов, путем применения различных способов стерилизации и со­ответствующей организации работы в операционной. Методами асепти­ки ведется борьба с экзогенной инфекцией.

Предупреждение воздушной инфекции в хирургических отделениях за­висит от их устройства и оборудования, организации работы в них и меро­приятий, направленных на уменьшение загрязнения воздуха новыми мик­робами и уничтожение уже имеющихся в нем.

5.2. Профилактика эндогенной инфекции

Борьба с инфицированием операционной раны микробами, находящи­мися в тканях и органах самого больного, осуществляется несколькими способами.

▲Отказ от проведения плановой операции до тех пор, пока не будет ли­квидирована инфекция на коже, в дыхательных путях, ротовой полос­ти и другой локализации.

▲Если операцию отложить на длительный срок невозможно, проводят активную стимуляцию иммунобиологических реакций больного спе­цифическими средствами иммунизации:

 

• подкожное введение стафилококкового анатоксина (начинают с 0,1 мл, увеличивая дозу на 0,2 мл и доводя ее до 1 мл/сут, после чего в обратном порядке уменьшают дозу до 0,1 мл/сут);

• введение перед операцией гипериммунной антистафилококковой плазмы.

 

▲Неспецифическая стимуляция иммунной системы и регенеративных способностей тканей введением перед операцией метилурацила (внутрь после еды по 1 г 3—4 раза в день), пентоксила (внутрь после еды по 0,2—0,4 г 3—4 раза в день), пирогенала (внутримышечно 1 раз в день или через 2—3 дня, начиная с 25 минимальных пирогенных доз с постепенным повышением до 50 доз).

▲Введение больному антибактериальных препаратов, оказывающих воз­действие на соответствующую группу микробов за несколько дней до плановой операции, или введение максимальной разовой дозы анти­биотика непосредственно перед экстренной операцией с обязательным продолжением антибиотикотерапии в послеоперационном периоде.

▲Бережное, щадящее обращение с тканями и проведение операции с учетом анатомии тканей и органов.


5.3. Планировка и принципы работы хирургического стационара

Правильное размещение и оснащение хирургического отделения во многом определяет успех лечения хирургических больных. Обеспечение профилактики раневой инфекции является одной из главных задач плани­ровки отделения. Площадь палат определяется из расчета 6,5—7,5 м2 на од­ну штатную койку. Наиболее удобны небольшие палаты — на 2—4 койки. Кроме палат, развертывают подсобные помещения: перевязочную, манипу-ляционную, санитарный узел, ванную, кабинет заведующего отделением, ординаторскую, столовую, буфетную, бельевую и др.

Обычно создают несколько хирургических отделений, имеющих не ме­нее 30 коек каждое. При профилировании хирургических отделений учиты­вают особенности контингента больных, диагностики, лечения заболеваний и оборудования палат. Обычно выделяют чистое, гнойное и травматологи­ческое отделения; в больших стационарах существуют специализированные хирургические отделения: сердечно-сосудистое, торакальное, абдоминаль­ное, урологическое, онкологическое и др.

Такое разделение позволяет избежать смешивания различных контин-гентов больных и возникновения ряда осложнений при их лечении. Особо важное значение имеет раздельное размещение больных с гнойными про­цессами и больных без воспалительных процессов; нахождение их вместе, в общих отделениях или палатах, является серьезным нарушением современ­ных правил госпитализации хирургических больных и связано с опасно­стью гнойных осложнений у больных, перенесших асептические операции.

В палатах хирургических отделений развертывают палаты на разное ко­личество коек, но не более 6. Кроме того, выделяют палаты на 1—2 койки, предназначенные для помещения больных, находящихся в тяжелом состоя­нии или нуждающихся в изоляции.

Больничная мебель для всех помещений должна быть удобной для больно­го, облегчать персоналу уход за больными, легко передвигаться, быть удобной для содержания ее в чистоте, не портиться от мытья и влажной дезинфекции. Размеры мебели должны соответствовать возрастным группам больных.

Основным предметом является металлическая кровать с пружинной сет­кой. Очень удобна в пользовании кровать на колесиках, на которые она опус­кается рычагом — ее может легко передвинуть одна санитарка. У каждой кро­вати должен быть подголовник; рядом должны стоять столик-тумбочка и та­бурет. Необходимо иметь надкроватный съемный столик для кормления тя­желобольных (по 1 столику на каждые 5 коек), подставки для подвешивания ампул при капельном переливании крови (1 подставка на каждые 5—10 коек), носилки-каталку и кресло-каталку (по 1 штуке на каждые 10—15 коек).

5.4. Организация работы хирургического отделения
и операционного блока

5.4.1. Стерилизация

Стерилизация— полное освобождение какого-либо вещества или пред­мета от микроорганизмов путем воздействия на них физическими или химическими факторами — является основой асептики. Она осуществля­ется различными методами, соответственно разнообразию стерилизуе­мых предметов и материалов.


Стерилизация инструментов, перевязочного материала, операционного белья включает следующие этапы: подготовка материала, укладка, стерили­зация и хранение.

Для стерилизации перчаток используются следующие методы:

• автоклавирование в течение 20 мин в автоклаве вместе с перевязоч­ным материалом (перед помещением перчаток в автоклав их тща­тельно посыпают тальком снаружи и внутри и каждую отдельно за­ворачивают в марлевую салфетку);

• перчатки кипятят в воде (без прибавления гидрокарбоната натрия) в течение 15 мин;

• перчатки погружают в 2 % раствор хлорамина на 10 мин или в рас­твор сулемы 1:1000 на 40—60 мин.

После надевания перчаток на руки их тщательно протирают марлевым шариком, смоченным 96 % спиртом для удаления остатков талька с наруж­ной поверхности.

Стерилизация хирургических инструментов и приборов применяется в
целях профилактики ВИЧ-инфекции, вирусных гепатитов В и С,
внутригоспитальной инфекции. Все изделия медицинского назначе­
ния, применяемые при манипуляциях с нарушением целости кожных
покровов и слизистых оболочек или соприкасающиеся с поверхно­
стью слизистых оболочек, а также используемые при проведении
гнойных операций или оперативных манипуляций у инфекционного
больного, после каждого использования следует подвергать дезинфек­
ции, предстерилизационной очистке и стерилизации.

Все инструменты (шприцы, иглы, канюли, пинцеты, скальпели, катете­ры, зажимы кровоостанавливающие, зубоврачебный, хирургический, гине­кологический и другой инструментарий), а также перчатки хирургов, ка­пилляры, меланжеры, микропипетки и др. после использования подверга­ют дезинфекции — разбирают и погружают в 3 % раствор хлорамина на 60 мин или 4 % раствор перекиси водорода на 90 мин.

Иглы перед погружением в дезинфицирующий раствор промывают этим раствором путем насасывания его шприцем, специально выделенным для этих целей. Использованные шприцы собирают в отдельную емкость и по окончании работы дезинфицируют, как и другой медицинский инструмен­тарий. Дезинфицирующий раствор применяют однократно.

По окончании дезинфекции проводят предстерилизационную очистку. Медицинский инструментарий промывают проточной водой над раковиной в течение 30 с до полного удаления запаха дезинфицирующего средства. Промытый и продезинфицированный медицинский инструментарий зама­чивают в горячем (50—55 °С) моющем растворе (моющее средство «Биолот» 5 г, вода питьевая 995 мл) в течение 15 мин при полном погружении изде­лий. Температура раствора в процессе замачивания не поддерживается. Ис­пользуют и другие составы моющего раствора: пергидроль 20 мл, стираль­ный порошок типа «Новость» или «Астра» 5 г, вода 975 мл; 2—2,5 % рас­твор перекиси водорода 200 мл, стиральный порошок типа «Новость» 5 г, во­да 795 мл.

После замачивания инструменты моют в том же растворе. Вымытый ме­дицинский инструментарий прополаскивают под проточной водой в тече­ние 3 мин, а затем 30—40 с в дистиллированной воде. Промытый медицин­ский инструментарий сушат горячим воздухом в сушильном шкафу при температуре 85 °С до полного исчезновения влаги.


Рис.5.1. Автоматический паровой сте­рилизатор: температура стерилизации 121, 134 °С, возможность установки 85 °С формальдегидной программы для стерилизации особо термочувствитель­ных материалов, включая эндоскопы.

Металлические инструменты, стеклянные приборы и резиновые трубки стерилизуют с помощью вы­соких температур, губительно дейст­вующих на белковую молекулу мик­робной клетки. Для этого используют кипящую воду (100 °С) — метод ки­пячения; сухой жар (180—200 °С) — сухожаровой метод; пар (100— 140 °С) — метод автоклавирования.

Стерилизацию кипячением про­изводят в металлических стерилиза­торах с сеткой и плотно закрываю­щейся крышкой. В стерилизатор на­ливают воду и добавляют гидрокар­бонат натрия для получения 2 % раствора. Жидкость доводят до ки­пения, опускают в нее разобранные и сложенные на сетке инструменты. Ко­гда вода снова закипит, замечают время начала стерилизации. По окончании стерилизации сетку с инструментами вынимают из кипятильника, после че­го инструменты раскладывают на инструментальном столике, покрытом сте­рильной простыней. Сроки стерилизации кипячением следующие: металли­ческие инструменты — 20 мин, стеклянные приборы — 20 мин, резиновые предметы — 10 мин. Режущие инструменты лучше кипятить без добавления соды в течение 5 мин, предварительно обернув режущую часть марлей.

Шприцы и иглы лучше не подвергать кипячению, а стерилизовать по­средством автоклавирования или сухожаровым методом.

Сухожаровую стерилизацию инструментов проводят в специальных гер­метически закрывающихся шкафах, в которые инструменты укладывают на специальные противни. Температура воздуха в сухожаровой камере дости­гает 200 °С, длительность стерилизации 40 мин.

Стерилизация изделий медицинского назначения паровым методом осу­ществляется в паровых стерилизаторах (автоклавах) (рис. 5.Г).

При наличии ультразвукового аппарата можно осуществлять стерилиза­цию инструментов погружением их в ванну с 20 % раствором хлоргексиди-на биглюконата. Экспозиция после включения аппарата — 1 мин.

Катетеры, оптические приборы и электрохирургические инструменты, а также обычные инструменты в настоящее время проходят газовую и луче­вую стерилизацию. Принцип работы современных стерилизационных сис­тем основан на использовании плазмы (газ пероксида водорода). Свойства пара пероксида водорода вместе с действием низкотемпературной плазмы газа (45 °С) гарантируют эффективность стерилизатора по отношению к микроорганизмам с самой высокой сопротивляемостью. Отсутствие влаги исключает возникновение коррозии, в процессе стерилизации не наруша­ются функциональные характеристики даже самых тонких инструментов.


а Стерилизация перевязочного материала и белья. Перевязочный мате­риал и белье, используемые во время операций и при перевязках, должны быть стерильны. Операционное белье, марлевые салфетки и хирургические перчатки, а также инструменты стерилизуют путем ав-токлавирования.

Наиболее надежный контроль стерилизации обеспечивается бактериоло­гической проверкой материала, но этот метод требует значительного време­ни. Исходя из этого, чаще всего применяют два основных метода, при ко­торых ответ получается сразу.

Метод, основанный на достижении точки плавления. При каждой сте­рилизации в биксы кладут пробирку с порошкообразной серой, бензойной кислотой, антипирином или амидопирином, точка плавления которых вы­ше ПО °С. Если температура в автоклаве поднималась до 120 °С, то поро­шок в пробирке окажется расплавленным.

Метод Микулича. На бумажках пишут слово «стерильно» и, смазав их 3 % крахмальным клейстером, в полувысохшем состоянии проводят через раствор Люголя (йод 1 г, йодит калия 2 г, дистиллированная вода 97 г). В результате соединения йода с крахмалом бумажки синеют и надпись ста­новится невидимой. После высушивания бумажки кладут в биксы с перевя­зочным материалом. Под влиянием высокой температуры крахмал перехо­дит в декстрин и бумажки обесцвечиваются, а буквы на них вновь стано­вятся видимыми.

В последнее время широко применяют разовое белье. В комплект сте­рильного белья одноразового пользования входят 3 простыни и 2 пеленки. По краям простыней — полоска липкой ленты. Каждый пакет запечатан в полиэтиленовую пленку, под которой должен быть вкладыш «Хирургиче­ский комплект», «Радиационно стерилизовано. Стерильно. Только для од­норазового пользования».

Лучевая стерилизация осуществляется ионизирующим излучением
большой энергетической мощности, проникающим на различную глубину в
стерилизуемый материал. В практических целях используют (3- и у-облуче-
ние. Для стерилизации у-излучением (быстрые электроны) или лучами б0Со
необходима доза облучения не менее 2,5 Мрад. Для каждого определенного
процесса стерилизации доза облучения должна быть подобрана экспери­
ментально.

Особенно удобна стерилизация гамма-лучами шовного материала — кет­гута, шелка, капроновых и других полимерных нитей, который теряет при такой обработке только ничтожное количество запаса прочности. Стерили­зация у-лучами производится вместе с упаковкой для стерилизации сыво­роток, вакцин, биологических тканей, применяемых в хирургии в качестве протезов, лекарственных препаратов, медицинских изделий одноразового пользования (системы для переливания крови и др.).

Существенным препятствием к широкому внедрению лучевого метода сте­рилизации является опасность проникающей радиации для людей. Это за­ставляет создавать громоздкую и очень дорогую систему противолучевой защи­ты у-установок, что пока доступно только специализированным предприятиям.

Химическая стерилизация (холодная) — с помощью окиси этилена при
температуре, не превышающей коагуляцию белка (от 45 до 60 °С). Окись
этилена оказывает бактерицидное действие за счет алкилирования протеи­
нов бактерий, растворима в воде, спиртах, эфирах.

В окиси этилена стерилизуют катетеры из искусственных материалов, шланги, протезы, эндоскопы, кардиостимуляторы, отдельные узлы аппара-


Рис.5.2. Озонатор «Орион-ОШ» в комплекте со стерилизационной камерой.

тов искусственного кровообращения, а также наркозную и дыхательную аппаратуру.

Метод озонирования с помощью специальных озонаторов (рис.5.2) являет­ся наиболее экономным, экологически безопасным и эффективным мето­дом стерилизации.

Озон (03) — аллотропная форма кислорода, газ с резким характерным запахом. Патогенетический эффект озонотерапии определяется его высо­ким окислительно-восстановительным потенциалом, что обусловливает вы­раженную дезинфицирующую активность в отношении бактерий, вирусов и грибов. Метод позволяет проводить экспресс-стерилизацию хирургиче­ских инструментов, оборудования, термонеустойчивых изделий.

Контроль стерильности.Большое значение для работы хирургических от­делений имеет регулярный контроль бактериологической лаборатории за санитарно-гигиеническим режимом (обсемененность различных объектов и воздуха), стерильностью рук оперирующих, перевязочного материала, бе­лья, шовного материала. Бактериологическое исследование воздушной сре­ды предусматривает определение общего содержания микробов в 1 м3 воз­духа. Общее количество колоний в 1 м3 воздуха до начала работы должно быть не выше 500, во время работы — не выше 1000. Золотистый стафило­кокк до начала работы высеваться не должен. В процессе работы в 1 м3 воздуха должно содержаться не более 10 колоний.

Бактериологическое исследование микробной обремененности предме­тов внешней среды направлено на выявление всех видов микробной фло­ры. Забор проб с поверхностей различных объектов осуществляют методом смывов. Периодически (1 раз в 15—20 дней) исследуют посевы с рук хирур­гов и операционных медицинских сестер перед началом операции. Посевы с рук берет старшая операционная медицинская сестра так, чтобы персонал не знал, когда и у кого он будет взят. Результаты посева должны обсуж­даться и сопоставляться с частотой послеоперационных осложнений. Такой контроль, несомненно, содействует улучшению качества мытья рук и


уменьшает количество послеоперационных осложнений. Следует обяза­тельно ежедневно контролировать эффективность стерилизации в автокла­ве перевязочного материала и белья пробой на расплавление серы, каждые 10 дней делать посев стерильного материала.

Особого внимания заслуживает бактериологический контроль шовного материала. Посевы шелка и кетгута следует делать до начала стерилизации, во время ее и при хранении готового к употреблению материала не реже 1 раза в 10 дней. Регулярный контроль помогает своевременно установить инфицирование считавшегося стерильным шовного материала и избежать осложнений.

Для учета контроля стерильности рук, перевязочного и шовного мате­риала старшая операционная сестра должна иметь специальные тетради, в которые вносят все полученные данные.

Для оценки чистоты хирургических инструментов после механической обработки и промывания производят контроль с помощью тестов на скры­тую кровь. Применяют следующие тесты на скрытую кровь (амидопирино-вая проба, бензидиновая проба).

Стерилизация материала для швов требует особой тщательности по двум причинам: во-первых, производство нитей связано с возможно­стью их значительного загрязнения, во-вторых, значительная часть швов остается в глубине раны и сохранившиеся в них микробы инфи­цируют ткани.

Наилучшими являются синтетические шовные материалы, выпускаемые в стерильных упаковках.

Стерилизация шелка по способу Кохера. Применяют крученый и пле­
теный шелк; последний прочнее, но стоимость его значительно вы­
ше. Толщина шелковых нитей различна: ее обозначают на мотках
номерами — от 00 до 16 (чем больше номер, тем толще нить). Рас­
крученный моток шелковых нитей моют в теплой мыльной воде в
течение не менее 10 мин, прополаскивают в чистой воде и высуши­
вают стерильным полотенцем. После этого сестра, одетая как для
выполнения операции, перематывает шелк на предметные стекла
или стеклянные катушки и опускает их в эфир на сутки для полного
обезжиривания и растворения жировосковых капсул, имеющихся у
некоторых микробов. Через сутки после пребывания в эфире катуш­
ки с шелком перекладывают в спирт на 24 ч для обезвоживания (де­
натурация белка микробных тел). Затем их кипятят в растворе суле­
мы 1:1000 в течение 10 мин. Хранят шелк в 96 % спирте в банках.
Каждые 10 дней спирт меняют и берут посев на стерильность из ни­
тей шелка.

• Шелк можно стерилизовать и в автоклаве, но метод применяют ред­ко, так как прочность шелка при такой обработке уменьшается.

• В последние годы хирурги широко применяют ампульный стерильный шелк (по 10 ампул в коробочке). На паспортной части упаковки указаны номер серии, калибр, срок годности и длина нити.

• Синтетические нити капрона и лавсана стерилизуют кипячением в дис­тиллированной воде в течение 30 мин. Затем воду сливают и просушивают нити в стерильном белье, после чего закладывают их в стерильные банки и заливают 96 % этиловым спиртом. Можно сразу же сдать нити для посева в бактериологическую лабораторию. Нити используют только после получе­ния ответа об отсутствии роста микроорганизмов. Кроме того, стерилиза-


цию лавсановой нити можно осуществлять автоклавированием, а также раствором диоцида (1:1000—1:5000).

Изготовление и стерилизация кетгута. Кетгут изготавливают из сероз­ного и мышечного слоев кишечника овец. Учитывая сильную загряз­ненность сырья различными бактериями, при его производстве боль­шое внимание уделяют уменьшению инфицированности. Однако это не дает гарантии от бактериальной загрязненности готового кетгута даже спороносными бактериями (столбняк, сибирская язва идр.). Возможность значительной бактериальной загрязненности сухого кет­гута требует особо тщательного его приготовления. Ниже приведены основные из существующих методов обработки кетгута.

Сухая стерилизация нитей кетгута в парах йода (по Ситковскому). Кетгут
опускают в эфир на 12—24 ч. Стандартную нить кетгута разрезают на 3 части и
тщательно протирают марлевым тампоном, смоченным в растворе дихлорида ртути
1:1000. Нити, обработанные сулемой, опускают в 2 % водный раствор йодита ка­
лия, что делает кетгут восприимчивым к парам йода. Экспозиция в этом растворе
определяется толщиной нити (все нулевые номера — на 30 с, а остальные — на
число минут, соответствующее номеру нити). Кетгут сматывают в колечки, нани­
зывают на длинные нити и в два ряда подвешивают в стерильную стеклянную
банку с притертой крышкой. Расстояние кетгута от дна банки — 60—70 мм. На
дно банки предварительно насыпают кристаллический йод, обязательно учитывая
величину банки и сохраняя необходимую концентрацию паров йода. Расчет 20 па­
кетов сухого кетгута: в банку вместимостью 3 л — 40 г йода, в банку вместимостью
5 л — 60 г йода.

Пробку банки заливают парафином (поверх стерильной марлевой салфетки). Ежесуточно банку встряхивают для обеспечения свободного доступа паров йода во все промежутки между кетгутом. Кетгут тонкий (№ 0—1) готов через 3 сут, № 2, 3, 4 — через 4 сут, № 5 и 6 — через 5 сут. По истечении срока стерилизации кетгут пе­рекладывают в сухую стерильную банку, беря в это время посев на стерильность.

Стерилизация нитей кетгута спиртовым люголевским раствором (по Губаре­ву). Сухие нити кетгута не длиннее 1 м свертывают в колечки и заливают эфиром на 12—24ч. Эфир сливают. Кетгут заливают на 8—10 сут спиртовым люголевским раствором (спирт 96 % 1000 г, йодид калия 10 г, чистый йод 10 г). Кетгут повторно заливают свежим люголевским раствором еще на 8—10 сут. На 16—20-е сутки от на­чала стерилизации кетгут подвергают бактериологической проверке и при благо­приятных результатах разрешают им пользоваться. Хранят кетгут в люголевском растворе, меняя его каждые 7—10сут.

Стерилизация нитей кетгута в водном люголевском растворе (по Гейнцу — Клаудиусу). Сухие нити кетгута не длиннее 1 м свертывают в колечки и заливают эфиром на 12—24 ч.Эфир сливают и кетгут заливают на 8—10 сут водным люголев­ским раствором (дистиллированная вода 1000 г, йодид калия 20 г, чистый йод 10 г). Через 8—10 сут водный люголевский раствор заменяют свежим и снова оставляют в нем кетгут на 8—10 сут. Через 16—20 сут от начала стерилизации раствор сливают и кетгут заливают 96 % этиловым спиртом на 4—6 сут, после чего берут посев на сте­рильность. Хранят кетгут в 96 % спирте, который меняют каждые 7—10 сут.

Применяют также стерильный кетгут, хранящийся в ампулах, которые приготав­ливают заводским путем. В настоящее время производят кетгут, медленно рассасы­вающийся в тканях. Его нити покрыты золотой или хромовой пленкой.

Заготовка кетгута возлагается на операционных медицинских сестер под посто­янным контролем старшей операционной сестры. Банки с кетгутом хранят в от­дельном затемненном запертом шкафу. Каждую порцию кетгута подвергают обяза­тельному бактериологическому контролю. Посев берут из каждой банки от разных нитей кетгута в 6 пробирок: 3 на бульон и 3 на среду Тароцци. Результаты лабора­торных исследований бережно сохраняют. На банку с кетгутом, допущенную к употреблению, наклеивают этикетку с указанием номера кетгута, даты начала и конца стерилизации, даты и номера бактериологического анализа.


5.4.2. Специальные функциональные зоны операционного блока

Операционная и вспомогательные помещения входят в состав операци­онного блока. Назначение последнего заключается в создании наиболее благоприятной обстановки для производства операций при максимальном уменьшении опасности занесения экзогенной инфекции в операционную рану. Расположение, устройство, оборудование, содержание и использова­ние операционного блока должны предупреждать его загрязнение, обеспе­чивать возможность эффективной уборки, создавать спокойную обстанов­ку, исключать шум и позволять сосредоточить все внимание на выполне­нии операции.

Операционный блокрасполагается в отдельном помещении или крыле здания, соединенном коридором с хирургическим отделением, или на от­дельном этаже здания хирургического корпуса с окнами, обращенными на север или северо-запад, полностью изолированным от других отделений; имеет максимальную освещенность, кондиционирование или приточно-вы-тяжную вентиляцию. Стены операционного блока облицовывают плиткой, полы покрывают антистатическим линолеумом или плиткой.

В составе операционного блока предусмотрены операционная для вы­полнения хирургических вмешательств у инфицированных больных. Она изолирована от «чистых» операционных, а в идеале это полностью изоли­рованный блок.

У порога каждой двери должен лежать коврик, смоченный 2 % раство­ром хлорамина, или специальный коврик «С-Энтри» с пылепоглощающи-ми и дезинфицирующими свойствами.

Для контроля температурного режима в операционном блоке на стенах размещают комнатные термометры. Идеальные условия создают стацио­нарные установки для кондиционирования воздуха.

Доступ в операционный блок случайным лицам и сотрудникам других отделений категорически запрещен.

Для создания условий асептики при проведении операции в операцион­ном блоке существует строгое разграничение помещений на специальные функциональные зоны.

Первая зона — помещения, к которым в отношении асептики предъяв­ляют самые строгие требования [зона стерильного режима: операцион­ные залы, стерилизационные для инструментария (при отсутствии центрального стерилизационного отделения)].

Вторая зона — помещения, непосредственно связанные дверью с опе­рационной: предоперационная, наркозная.

Третья зона — помещения для хранения крови, переносной аппарату­ры, аппаратные для обслуживания операционных, протокольные, ком­наты хирурга, медицинских сестер, медицинских сестер-анестезисток, лаборатория срочных анализов, «чистая» зона санпропускника.

Четвертая зона — помещения, вход в которые не связан с прохожде­нием через санпропускник или специальный шлюз: кабинет заведую­щего отделением, комната старшей медицинской сестры, помещения для грязного белья.

Операционная должна быть связана с предоперационной и наркозной. Со стерилизационной операционная связана через передаточное окно. Из предоперационной через смотровое окно желательно обеспечить просмотр операционной и наркозной всеми участниками предстоящей операции с


целью лучшей координации действий (например, время обработки рук). Предоперационная и наркозная с помещениями третьей зоны связаны че­рез коридор.

Предоперационная предназначена для мытья рук персонала, имеет 2—3 раковины с мыльницами или контейнерами с жидким мылом, емкостью с антисептиком для обработки рук ипесочными часами. Некоторые опера­ционные оснащены специальными емкостями для гигиенической обработ­ки рук персонала и хирурга перед операцией или ультразвуковым аппара­том для стерилизации рук.

На тумбочку с чистыми бахилами ставят бикс с масками для входящих в операционную, на полу должны стоять полиэтиленовый бак для сбора от­работанного белья и бахил, вешалки с чистыми и использованными клеен­чатыми фартуками.

Операционная (см. рис. 4.1) предназначена для выполнения общехирур­гических оперативных вмешательств.

В операционной непосредственные участники операции надевают сте­рильные халаты, маски и перчатки. Рабочая зона операционной медицин­ской сестры должна быть наиболее удаленной от входа. В ней располагает­ся «большой» операционный стол для резервного стерильного инструмен­тария, столик для шовного материала, столик для растворов, подставки для биксов. В этой зоне комплектуется «малый» или, как его еще называют, «ассистентский», инструментальный столик.

В центральной зоне располагается операционный стол (см. рис. 4.2), у ко­торого работают хирурги; у головной части операционного стола размеща­ются анестезиологи с аппаратурой.

Для лучшего обеспечения операции и выполнения всех необходимых манипуляций должен быть обеспечен доступ к больному со всех сторон — возможность кругового обхода стола. В операционной должна быть центра­лизованная подводка кислорода, закиси азота, сжатого воздуха, вакуума.

Операционная оборудуется стационарным подвесным светильником над столом, а также передвижным — для дополнительного освещения.

Современные операционные наряду с электрокоагуляторами оборудова­ны также криотермокоагулятором, ультразвуковым, лазерным и радиочас­тотным скальпелем, плазменной установкой.

Традиционно в операционной устанавливают наркозный аппарат и ане­стезиологический столик, подставки под стерильные биксы и тазы, шкаф для хранения медикаментов и стерильных растворов на 1—2 операции. Же­лательно иметь ультразвуковой стерилизатор или специальную камеру.

В операционной поддерживают определенную температуру, влажность и чистоту воздуха. Температура не должна быть высокой, так как это вызыва­ет потливость хирурга и больного, что крайне нежелательно. Низкая темпе­ратура может привести к охлаждению больного и создать условия для раз­вития осложнений. Считают, что температура воздуха операционной долж­на быть 22—25 °С при влажности 50 % и вентиляции, обеспечивающей об­мен воздуха до 3—4 раз в 1 ч.

Установлено, что бактериальное загрязнение воздуха операционной рез­ко возрастает к концу операционного дня и уменьшается после проветри­вания и влажной уборки. Однако санация воздуха, достигаемая такими ме­тодами, недостаточна, поэтому следует пользоваться бактерицидными ульт­рафиолетовыми лампами, дающими коротковолновое излучение.

Лампы размещают по ходу движения конвекционных потоков воздуха; 1—2 лампы вешают над входной дверью с тем, чтобы поступающий в опе­рационную воздух подвергался бактерицидному облучению.


Каждая лампа создает вокруг себя стерильную зону диаметром 2—3 м. Размещение ламп ближе чем на 2 м от операционного стола недопустимо, так как длительное облучение раневой поверхности и органов, покрытых серозным эндотелиальным покровом, небезразлично для организма боль­ного и может привести к ожогам. Для экранирования бактерицидных ламп предназначены алюминиевые отражатели. Время облучения воздуха поме­щения в присутствии людей не должно превышать 6—8 ч. Применение бактерицидных ламп для обеззараживания воздуха в отсутствие людей мо­жет осуществляться различными способами: в перерывах между работой, ночью или в специально отведенное время.

Лампы должны гореть во все время уборки операционной и не менее 1 ч после ее окончания; целесообразно комбинировать облучение воздуха с проветриванием, если окна операционной выходят в сад или зеленый мас­сив.

Большое значение для асептического заживления операционных ран имеет установление правильной очередности операций на данный день. В начале операционного дня необходимо производить наиболее асептиче­ские операции, а затем такие, которые могут инфицировать операционную, инструменты, персонал (вскрытие воспалительного очага, просвета полого органа).









Что способствует осуществлению желаний? Стопроцентная, непоколебимая уверенность в своем...

ЧТО ТАКОЕ УВЕРЕННОЕ ПОВЕДЕНИЕ В МЕЖЛИЧНОСТНЫХ ОТНОШЕНИЯХ? Исторически существует три основных модели различий, существующих между...

ЧТО ПРОИСХОДИТ, КОГДА МЫ ССОРИМСЯ Не понимая различий, существующих между мужчинами и женщинами, очень легко довести дело до ссоры...

ЧТО И КАК ПИСАЛИ О МОДЕ В ЖУРНАЛАХ НАЧАЛА XX ВЕКА Первый номер журнала «Аполлон» за 1909 г. начинался, по сути, с программного заявления редакции журнала...





Не нашли то, что искали? Воспользуйтесь поиском гугл на сайте:


©2015- 2021 zdamsam.ru Размещенные материалы защищены законодательством РФ.